Функциональная аннотация генов Pinus sylvestris, ассоциированных с устойчивостью к фитопатогенным микромицетам

  • Людмила Валентиновна Можаровская Институт леса НАН Беларуси, ул. Пролетарская, 71, 246001, г. Гомель, Беларусь

Аннотация

На основе данных высокопроизводительного секвенирования транскриптов проростков сосны обыкновенной (Pinus sylvestris) были отобраны локусы, характеризующиеся наибольшим уровнем экспрессионной активности. Последующий анализ полученных результатов в базе данных GenBank NCBI позволил идентифицировать семейства генов, ассоциированных с устойчивостью к фитопатогенным микроорганизмам: гликозилгидролазы (GH19), белков теплового шока Hsp70 и Hsp90, антимикробных полипептидов (AMP), кальцийсвязывающих белков (CBP); ингибиторов альфа-амилазы, липидтранспортирующих белков, запасных белков семян (AAILTSS). Также были идентифицированы два EST-маркера с неустановленной функцией, характеризующиеся высоким уровнем сходства с последовательностями ранее описанных генов устойчивости PsACRE и полипептидов, обладающих антигрибковой активностью (SS/AF).

Биография автора

Людмила Валентиновна Можаровская, Институт леса НАН Беларуси, ул. Пролетарская, 71, 246001, г. Гомель, Беларусь

младший научный сотрудник сектора геномных исследований лаборатории генетики и биотехнологии

Литература

  1. Fedorov NI. Lesnaya fitopatologiya [Forest Phytopathology]. Minsk: BGTU; 2004 (in Russ.).
  2. McDowell JM, Woffenden BJ. Plant disease resistance genes: recent insights and potential applications. Trends in Biotechnology. 2003;21(4):178 –183. DOI: 10.1016/S0167-7799(03)00053-2.
  3. Dong X. SA, JA, ethylene, and disease resistance in plants. Current opinion in plant biology. 1998;1(4):316 –323. DOI: 10.1016/1369-5266(88)80053-0.
  4. Liu JJ, Ekramoddoullah AKM. Isolation, genetic variation and expression of TIR-NBS-LRR resistance gene analogs from western white pine (Pinus monticola Dougl. ex. D. Don.). Molecular Genetics and Genomics. 2004;270(5):432– 441. DOI: 10.1007/s00438-003-0940-1.
  5. Meyers BC, Morgante M, Michelmore RW. TIR-X and TIR-NBS proteins: two new families related to disease resistance TIR-NBS-LRR proteins encoded in Arabidopsis and other plant genomes. The Plant Journal. 2002;32(1):77–92. DOI: 10.1046/j.1365-313X.2002.01404.x.
  6. Bonello P, Gordon TR, Herms DA. Nature and ecological implications of pathogen-induced systemic resistance in conifers: a novel hypothesis. Physiological and Molecular Plant Pathology. 2006;68(4 – 6):95–104. DOI: 10.1016/j.pmpp.2006.12.002.
  7. Davis JM, Wu H, Cooke JE. Pathogen challenge, salicylic acid, and jasmonic acid regulate expression of chitinase gene homologs in pine. Molecular plant-microbe interactions. 2002;15(4):380 –387. DOI: 10.1094/MPMI.2002.15.4.380.
  8. Li G, Asiegbu FO. Induction of Pinus sylvestris PsACRE, a homology of Avr9/Cf-9 rapidly elicited defense-related gene following infection with root rot fungus Heterobasidion annosum. Plant science. 2004;167(3):535–540. DOI: 10.1016/j.plantsci.2004.04.025.
  9. Ellis JG, Dodds PN, Lawrence GJ. Flax rust resistance gene specificity is based on direct resistance-avirulence protein interactions. Annual Review of Phytopathology. 2007;45:289–306. DOI: 10.1146/annurev.phyto.45.062806.094331.
  10. Yamamoto E, Baird WV. Three cotton fiber-expressed cDNAs (Accession Nos. AF072404, AF072405, and AF072406) (PGR 98 –144). Plant Physiology. 1998;117(4):1525–1528. DOI: 10.1104/pp.117.4.1525.
  11. Zhang L, Tian LH, Zhao JF. Identification of an apoplastic protein involved in the initial phase of salt stress response in rice root by two-dimensional electrophoresis. Plant Physiology. 2009;149(2):916 – 928. DOI: 10.1104/pp.108.131144.
  12. Sawano Y, Miyakawa T, Yamazaki H. Purification, characterization, and molecular gene cloning of an antifungal protein from Ginkgo biloba seeds. Biological chemistry. 2007;388(3):273–280. DOI: 10.1515/BC.2007.030.
  13. Garcia-Olmedo F, Molina A, Alamillo JM. Plant defense peptides. Peptide Science. 1998;47(6):479 – 491. DOI: 10.1002/(SICI)1097-0282(1998)47:6<479::AID-BIP6>3.0.CO;2-K.
  14. Tam JP, Wang S, Wong KH. Antimicrobial peptides from plants. Pharmaceuticals. 2015;8(4):711–757. DOI: 10.3390/ph8040711.
  15. Canales J, Avila C, Canovas FM. A maritime pine antimicrobial peptide involved in ammonium nutrition. Plant, cell and environment. 2011;34(9):1443–1453. DOI: 10.1111/j.1365-3040.2011.02343.x.
  16. McManus AM, Nielsen KJ, Marcus JP. MiAMP1, a novel protein from Macadamia integrifolia adopts a greek key b-barrel fold unique amongst plant antimicrobial proteins 1. Journal of molecular biology. 1999;293(3):629 – 638. DOI: 10.1006/jmbi.1999.3163.
  17. Asiegbu FO, Choi W, Li G. Isolation of a novel antimicrobial peptide gene (Sp-AMP) homologue from Pinus sylvestris (Scots pine) following infection with the root rot fungus Heterobasidion annosum. FEMS microbiology letters. 2003;228(1):27–31. DOI: 10.1016/S0378-1097(03)00697-9.
  18. Kovalyova VA, Gout RT. Molecular cloning and characterization of Scotch pine defensing 2. Cytology and genetics. 2008;42(6):408– 412. DOI: 10.3103/S0095452708060091.
  19. Do HM, Lee SC, Jung HW, Hwang BK. Differential expression and in situ localization of a pepper defensin (CADEF1) gene in response to pathogen infection, abiotic elicitors and environmental stresses in Capsicum annuum. Plant Science. 2004;166(5):1297–1305. DOI: 10.1016/j.plantsci.2004.01.008.
  20. Lacerda A, Vasconcelos EAR, Pelegrini PB. Antifungal defensins and their role in plant defense. Frontiers in microbiology. 2014;5:116. DOI: 10.3389/fmicb.2014.00116.
  21. Gaudet DA, Laroche A, Frick M. Cold induced expression of plant defensin and lipid transfer protein transcripts in winter wheat. Physiologia Plantarum. 2003;117(2):195–205. DOI: 10.1034/j.1399-3054.2003.00041.x.
  22. Simoes M, Rodrigues A, de Vega Bartol J. Molecular characterization of pine embryogenesis: pursuing the role of a putative non-specific lipid-transfer protein. BioMed Central. 2011;5(7):71. DOI: 10.1186/1753-6561-5-S7-P71.
  23. Grover A. Plant chitinases: genetic diversity and physiological roles. Critical Reviews in Plant Sciences. 2012;31(1):57–73. DOI: 10.1080/07352689.2011.616043.
  24. Salzer P, Bonanomi A, Beyer K. Differential expression of eight chitinase genes in Medicago truncatula roots during mycorrhiza formation, nodulation, and pathogen infection. Molecular Plant-Microbe Interactions. 2000;13(7):763–777. DOI: 10.1094/MPMI.2000.13.7.763.
  25. Davis JM, Wu H, Cooke JE. Pathogen challenge, salicylic acid, and jasmonic acid regulate expression of chitinase gene homologs in pine. Molecular plant-microbe interactions. 2002;15(4):380 –387. DOI: 10.1094/MPMI.2002.15.4.380.
  26. Wang W, Vinocur B, Shoseyov O. Role of plant heat-shock proteins and molecular chaperones in the abiotic stress response. Trends in plant science. 2004;9(5):244 –252. DOI: 10.1016/j.tplants.2004.03.006.
  27. Kanzaki H, Saitoh H, Ito A. Cytosolic HSP90 and HSP70 are essential components of INF1-mediated hypersensitive response and non-host resistance to Pseudomonas cichorii in Nicotiana benthamiana. Molecular plant pathology. 2003;4(5):383–391. DOI: 10.1046/j.1364-3703.2003.00186.x.
  28. Krishna P, Gloor G. The Hsp90 family of proteins in Arabidopsis thaliana. Cell stress & chaperones. 2001;6(3):238–246. DOI: 10.1379/1466-1268(2001)006<0238:THFOPI>2.0.CO;2.
  29. Breiman A. Plant Hsp90 and its co-chaperones. Current Protein and Peptide Science. 2014;15(3):232–244.
  30. Takahashi A, Casais C, Ichimura K. HSP90 interacts with RAR1 and SGT1 and is essential for RPS2-mediated disease resistance in Arabidopsis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2003;100(20):11777–11782. DOI: 10.1073/pnas.2033934100.
  31. AL-Quraan NA, Locy RD, Singh NK. Expression of calmodulin genes in wild type and calmodulin mutants of Arabidopsis thaliana under heat stress. Plant Physiology and Biochemistry. 2010;48(8):697–702. DOI: 10.1016/j.plaphy.2010.04.011.
  32. Du L, Ali GS, Simons KA. Ca2+/calmodulin regulates salicylic-acid-mediated plant immunity. Nature. 2009;457(7233):154 –1158. DOI: 10.1038/nature07612.
Опубликован
2019-01-18
Ключевые слова: сосна обыкновенная, высокопроизводительное секвенирование, транскриптом, гены устойчивости, фитопатогенные организмы
Как цитировать
Можаровская, Л. В. (2019). Функциональная аннотация генов Pinus sylvestris, ассоциированных с устойчивостью к фитопатогенным микромицетам. Экспериментальная биология и биотехнология, 2, 78-84. Доступно по https://journals.bsu.by/index.php/biology/article/view/2511
Выпуск
№ 2 (2018): Журнал Белорусского государственного университета. Биология
Раздел
Клеточная биология и биотехнология растений

Copyright (c) 2018 Журнал Белорусского государственного университета. Биология

Лицензия Creative Commons

Это произведение доступно по лицензии Creative Commons «Attribution-NonCommercial» («Атрибуция — Некоммерческое использование») 4.0 Всемирная.

Авторы, публикующиеся в данном журнале, соглашаются со следующим:

  1. Авторы сохраняют за собой авторские права на работу и предоставляют журналу право первой публикации работы на условиях лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial. 4.0 International (CC BY-NC 4.0).
  2. Авторы сохраняют право заключать отдельные контрактные договоренности, касающиеся неэксклюзивного распространения версии работы в опубликованном здесь виде (например, размещение ее в институтском хранилище, публикацию в книге) со ссылкой на ее оригинальную публикацию в этом журнале.
  3. Авторы имеют право размещать их работу в интернете (например, в институтском хранилище или на персональном сайте) до и во время процесса рассмотрения ее данным журналом, так как это может привести к продуктивному обсуждению и большему количеству ссылок на данную работу. (См. The Effect of Open Access).