Электрические характеристики сенсорного нейрона и оборонительные реакции моллюска Lymnaea stagnalis в условиях пролонгированной гипергликемии

  • Александр Викторович Сидоров Белорусский государственный университет, пр. Независимости 4, 220030, г. Минск, Беларусь
  • Виктория Николаевна Шаденко Белорусский государственный университет, пр. Независимости 4, 220030, г. Минск, Беларусь; Республиканский научно-практический центр психического здоровья, Долгиновский тракт, 152, 220053, г. Минск, Беларусь https://orcid.org/0000-0003-0037-6131
DOI: https://doi.org/10.33581/2957-5060-2022-1-23-38

Аннотация

Возрастание содержания глюкозы в гемолимфе (с 0,12 (0,05; 0,18) до 4,10 (3,18; 6,08) ммоль/л) приводит к модификации оборонительного поведения моллюсков, проявляющейся в увеличении втянутости тела животного в раковину и возрастании доли слабых защитных реакций в ответ на тактильную стимуляцию щупальца моллюска. Колебаний в длине щупалец и длительности латентного периода протракции выявлено не было. В условиях экспериментальной гипергликемии (нахождение препарата изолированной ЦНС в 10 ммоль/л растворе D-глюкозы в течение 2 ч) изменяются базовые электрические характеристики FMRF-амидергического нейрона RPaD1, вовлеченного в детекцию сенсорных стимулов и кардиорегуляцию у Lymnaea. Речь идет о деполяризации его мембраны, сопровождаемой увеличением частоты генерации потенциала действия при неизменности вольт-амперной характеристики и мембранного сопротивления (емкости и постоянной времени) по сравнению с контролем. Отмечено возрастание длительности фаз деполяризации и реполяризации, а также амплитуды следовой гиперполяризации при неизменности других фаз спайка RPaD1. На основании выявленных особенностей формы потенциала действия при гипергликемии предполагается, что указанные изменения могут быть вызваны активацией Na+-глюкозного котранспортера и АТФ-чувствительных К+-каналов мембраны RPaD1. Действие глюкозы следует рассматривать в качестве метаболического сигнала, в том числе и в отношении непищевых нейронов мозга моллюсков.

Биографии авторов

Александр Викторович Сидоров, Белорусский государственный университет, пр. Независимости 4, 220030, г. Минск, Беларусь

доктор биологических наук, профессор; профессор кафедры физиологии человека и животных биологического факультета

Виктория Николаевна Шаденко, Белорусский государственный университет, пр. Независимости 4, 220030, г. Минск, Беларусь; Республиканский научно-практический центр психического здоровья, Долгиновский тракт, 152, 220053, г. Минск, Беларусь

соискатель кафедры физиологии человека и животных биологического факультета БГУ, научный сотрудник лаборатории клинико-эпидемиологических исследований Республиканского научного-практического центра психического здоровья. Научный руководитель – А. В. Сидоров

Литература

  1. Steinbusch L, Labouèbe G, Thorens B. Brain glucose sensing in homeostatic and hedonic regulation. Trends in Endocrinology and Metabolism. 2015;26(9):455–466. DOI: 10.1016/j.tem.2015.06.005.
  2. Tups A, Benzler J, Sergi D, Ladyman SR, Williams LM. Central regulation of glucose homeostasis. Comprehensive Physiology. 2017;7(2):741–764. DOI: 10.1002/cphy.c160015.
  3. Mayer J. Glucostatic mechanism of regulation of food intake. The New England Journal of Medicine. 1953;249(1):13–16. DOI: 10.1056/NEJM195307022490104.
  4. Karnani M, Burdakov D. Multiple hypothalamic circuits sense and regulate glucose levels. American Journal of Physiology – Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 2011;300(1):R47–R55. DOI: 10.1152/ajpregu.00527.2010.
  5. Routh VH. Glucose sensing neurons in the ventromedial hypothalamus. Sensors. 2010;10(10):9002–9025. DOI: 10.3390/s101009002.
  6. Dus M, Lai JS-Y, Gunapala KM, Min S, Tayler TD, Hergarden AC, et al. Nutrient sensor in the brain directs the action of the brain-gut axis in Drosophila. Neuron. 2015;87(1):139–151. DOI: 10.1016/j.neuron.2015.05.032.
  7. Kits KS, Bobeldijk RC, Crest M, Lodder JC. Glucose-induced excitation in molluscan central neurons producing insulin-related peptides. Pflügers Archiv. European Journal of Physiology. 1991;417(6):597–604. DOI: 10.1007/BF00372957.
  8. Oh Y, Lai JS-Y, Mills HJ, Erdjument-Bromage H, Giammarinaro B, Saadipour K, et al. A glucose-sensing neuron pair regulates insulin and glucagon in Drosophila. Nature. 2019;574(7779):559–564. DOI: 10.1038/s41586-019-1675-4.
  9. Sidorov AV, Shadenko VN. Electrical activity of identified neurons in the central nervous system of a mollusk Lymnaea stagnalis under acute hyperglycemia. Journal of Evolutionary Biochemistry and Physiology. 2021;57(6):1257–1266. DOI: 10.1134/S0022093021060065.
  10. Sidorov AV, Shadenko VN, Kazakevich VB. Responces of identified cardioregulatory neurons within CNS of mollusc Lymnaea stagnalis at hyperglycemia and insulin action. Journal of the Belarusian State University. Biology. 2019;3:49–58. Russian. DOI: 10.33581/2521-1722-2019-3-49-58.
  11. Safonova TA, Zhuravlev VL, Nozdrachev AD. Kardiorespiratornaya sistema mollyuskov: struktura, funktsii, mekhanizmy regulyatsii [Cardiorespiratory system of molluscs: structure, functions, regulatory mechanisms]. Saint Petersburg: Izdatel’stvo Sankt-Peterburgskogo universiteta; 2008. 244 p. Russian.
  12. Sidorov AV. Funktsional’naya aktivnost’ nervnykh tsentrov bespozvonochnykh [Nerve centers functional activity in invertebrates]. Minsk: Belarusian State University; 2011. 247 p. Russian.
  13. Zaitseva OV, Shuvalova NE. Morphological properties of neuron RPD1 in Lymnaea stagnalis and its involvement in processing of polymodal sensory information. Neurophysiology. 1988;20(6):571–578. DOI: 10.1007/BF02150261.
  14. Koekkoek LL, Mul JD, la Fleur SE. Glucose-sensing in the reward system. Frontiers in Neuroscience. 2017;11:716. DOI: 10.3389/fnins.2017.00716.
  15. Mita K, Okuta A, Okada R, Hatakeyama D, Otsuka E, Yamagishi M, et al. What are the elements of motivation for acquisition of conditioned taste aversion? Neurobiology of Learning and Memory. 2014;107:1–12. DOI: 10.1016/j.nlm.2013.10.013.
  16. Shadenko VN, Sidorov AV. Induction of experimental hyperglycemia in mollusc Lymnaea stagnalis after animal’s incubation in high-concentrated glucose solution. Journal of the Belarusian State University. Biology. 2019;1:79–84. Russian. DOI: 10.33581/2521-1722-2019-1-79-84.
  17. Soltanov VV, Burko VE. [Computer programs for electrophysiological data-processing]. News of Biomedical Sciences. 2005;1:91– 95. Russian.
  18. Shevelkin AV, Shumova EA. [The role of glucose in facilitating defensive reactions during feeding in the edible snail Helix lucorum]. Zhurnal vysshei nervnoi deyatel’nosti imeni I. P. Pavlova. 1993;43(3):577–584. Russian.
  19. Shevelkin AV. Facilitation of defense reactions during the consumption of food in snails: the participation of glucose and gastrin/cholecystokinin-like peptide. Neuroscience and Behavioral Physiology. 1994;24(1):115–124. DOI: 10.1007/BF02355661.
  20. Benjamin PR, Kemenes I. Peptidergic systems in the pond snail Lymnaea: from genes to hormones and behavior. In: Saleuddin S, Lange AB, Orchard I, editors. Advances in invertebrate (neuro)endocrinology: a collection of reviews in the post-genomic era. Volume 1. Phyla other than Arthropoda. New York: Apple Academic Press; 2020. p. 213–254. DOI: 10.1201/9781003029854-7.
  21. Bright K, Kellett E, Saunders SE, Brierley M, Burke JF, Benjamin PR. Mutually exclusive expression of alternatively spliced FMRFamide transcripts in identified neuronal systems of the snail Lymnaea. Journal of Neuroscience. 1993;13(6):2719–2729. DOI: 10.1523/JNEUROSCI.13-06-02719.1993.
  22. Buckett KJ, Peters M, Dockray GJ, Van Minnen J, Benjamin PR. Regulation of heartbeat in Lymnaea by motoneurons containing FMRFamide-like peptides. Journal of Neurophysiology. 1990;63(6):1426–1435. DOI: 10.1152/jn.1990.63.6.1426.
  23. Benjamin PR, Winlow W. The distribution of three wide-acting synaptic inputs to identified neurons in the isolated brain of Lymnaea stagnalis (L.). Comparative Biochemistry and Physiology. Part A: Physiology. 1981;70(3):293–307. DOI: 10.1016/0300-9629(81)90182-1.
  24. Winlow W. The plastic nature of action potentials. In: Bulloch A, editor. The cellular basis of neuronal plasticity: physiology, morphology and biochemistry of molluscan neurons. Manchester: Manchester University Press; 1989. p. 3–27 (Studies in neuroscience; No. 7).
  25. Edstrom JP, Lukowiak KD. Frequency-dependent action potential prolongation in Aplysia pleural sensory neurones. Neuroscience. 1985;16(2):451–460. DOI: 10.1016/0306-4522(85)90017-x.
  26. López-Gambero AJ, Martínez F, Salazar K, Cifuentes M, Nualart F. Brain glucose-sensing mechanism and energy homeostasis. Molecular Neurobiology. 2019;56(2):769–796. DOI: 10.1007/s12035-018-1099-4.
  27. Chin-Wei Huang, Chao-Ching Huang, Juei-Tang Cheng, Jing-Jane Tsai, Sheng-Nan Wu. Glucose and hippocampal neuronal excitability: role of ATP-sensitive potassium channels. Journal of Neuroscience Research. 2007;85(7):1468–1477. DOI: 10.1002/jnr.21284.
  28. Inoue I, Tsutsui I, Brown ER. K+ accumulation and K+ conductance inactivation during action potential trains in giant axons ofthe squid Sepioteuthis. The Journal of Physiology. 1997;500(2):355–366. DOI: 10.1113/jphysiol.1997.sp022026.
  29. Xiang-Dong Tang, Zhen-Qing Tong. An adenosine triphosphate (ATP)-sensitive K+ channel of rat neocortical neurons is bigated by intracellular ATP and voltage: a novel channel gating mechanism? Neuroscience Letters. 1995;193(2):93–96. DOI: 10.1016/0304-3940(95)11675-m.
  30. Rui Ye, Jun Liu, Zhiying Jia, Hongyang Wang, YongAn Wang, Wei Sun, et al. Adenosine triphosphate (ATP) inhibits voltagesensitive potassium currents in isolated Hensen’s cells and nifedipine protects against noise-induced hearing loss in guinea pigs. Medical Science Monitor. 2016;22:2006–2012. DOI: 10.12659/msm.898150.
  31. Su-Jin Kim, Woo Sung Choi, John Song Mou Han, Warnock G, Fedida D, McIntosh CHS. A novel mechanism for the suppression of a voltage-gated potassium channel by glucose-dependent insulinotropic polypeptide: protein kinase A-dependent endocytosis. Journal of Biological Chemistry. 2005;280(31):28692–28700. DOI: 10.1074/jbc.M504913200.
Опубликован
2022-03-15
Ключевые слова: оборонительное поведение, электрическая активность нейронов, потенциал действия, глюкоза, FMRF-амид, метаболические сигналы
Поддерживающие организации Работа выполнена в рамках государственной программы научных исследований «Конвергенция-2020» (задание 3.10.2).
Как цитировать
Сидоров, А. В., & Шаденко, В. Н. (2022). Электрические характеристики сенсорного нейрона и оборонительные реакции моллюска Lymnaea stagnalis в условиях пролонгированной гипергликемии. Экспериментальная биология и биотехнология, 1, 23-38. https://doi.org/10.33581/2957-5060-2022-1-23-38
Выпуск
№ 1 (2022): Экспериментальная биология и биотехнология
Раздел
Клеточная биология и физиология

Copyright (c) 2022 Экспериментальная биология и биотехнология

Лицензия Creative Commons

Это произведение доступно по лицензии Creative Commons «Attribution-NonCommercial» («Атрибуция — Некоммерческое использование») 4.0 Всемирная.

Авторы, публикующиеся в данном журнале, соглашаются со следующим:

  1. Авторы сохраняют за собой авторские права на работу и предоставляют журналу право первой публикации работы на условиях лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial. 4.0 International (CC BY-NC 4.0).
  2. Авторы сохраняют право заключать отдельные контрактные договоренности, касающиеся неэксклюзивного распространения версии работы в опубликованном здесь виде (например, размещение ее в институтском хранилище, публикацию в книге) со ссылкой на ее оригинальную публикацию в этом журнале.
  3. Авторы имеют право размещать их работу в интернете (например, в институтском хранилище или на персональном сайте) до и во время процесса рассмотрения ее данным журналом, так как это может привести к продуктивному обсуждению и большему количеству ссылок на данную работу. (См. The Effect of Open Access).